9 de enero de 2022

Efectos de los tratamientos contra el cáncer en la fertilidad masculina


EFECTOS DE LA QUIMIOTERAPIA Y RADIOTERAPIA EN LA FERTILIDAD MASCULINA

Autoras: Rocío Morilla Domínguez, Verónica Villar García, Malen Zabala Goikoetxea


1.- Introducción

Los últimos años se ha experimentado un aumento en el número de supervivientes de cáncer gracias a los progresos de la medicina, la atención médica, que favorece la detección temprana, y a los avances en los tratamientos de dicha enfermedad (1).  

Debido al aumento de supervivientes y a la mejora de la calidad de vida de estos individuos, se han podido observar los diferentes efectos secundarios a largo plazo de los tratamientos quimioterápicos. Entre estos se encuentra la infertilidad masculina, ya que recientemente se ha demostrado que los tratamientos contra el cáncer pueden afectar a los testículos en todas las etapas de la vida (1).  

El daño ocasionado por los distintos fármacos depende de los compuestos utilizados, la dosis acumulada, el régimen de administración y la edad a la que tuvo lugar la exposición al tratamiento (2). A pesar de esto, se han realizado muy pocos estudios sobre la gonadotoxicidad de estos medicamentos, especialmente de los efectos que pueden tener cuando se administran durante la infancia y el periodo prepuberal (1).

Actualmente, se recomienda a los pacientes de cáncer realizar un tratamiento de preservación de fertilidad antes de comenzar con la quimioterapia. En el caso de hombres adultos, este proceso consiste en la criopreservación de esperma. Sin embargo, en el caso de prepúberes, apenas existen estrategias de preservación de fertilidad más allá de la conservación de tejido testicular y de células somáticas, aunque se están estudiando diferentes tecnologías y enfoques que incluyen autotrasplante, terapia hormonal, terapia génica, protección contra agentes gonadotóxicos, agentes farmacológicos y modelos de cultivo in vitro (3).


2.- Clasificación de agentes quimioterápicos según su efecto en la fertilidad

Cuando se diagnostica cáncer a un paciente, el tratamiento estándar que se lleva a cabo es la quimioterapia, ya que ha resultado ser el método más eficaz (9). Dicha quimioterapia normalmente consiste en la combinación de diferentes fármacos, lo que provoca que sea difícil identificar el impacto de cada uno de estos medicamentos e implica que sea necesario el uso de modelos (2). En determinadas situaciones, también es habitual tratar la enfermedad con radioterapia.

Los diferentes agentes quimioterápicos se han clasificado en función de su efecto gonadotóxico (Tabla 1). El tratamiento recibido por los pacientes de cáncer incluye distintos fármacos como pueden ser los agentes alquilantes, intercalantes, antimetabolitos o venenos del huso; mientras que la administración de agentes alquilantes está asociada con un altísimo riesgo de infertilidad, el uso de agentes intercalantes del ADN, antimetabolitos y venenos del huso implica un riesgo moderado o bajo. 

Esta clasificación de los distintos fármacos en función del riesgo que suponen para la fertilidad, aunque no es completamente fiable, ayuda a los médicos a derivar mejor a los pacientes y a aconsejarles la preservación de fertilidad (3).

Tabla 1. Figura que muestra los tipos de fármacos quimioterápicos y su efecto en la fertilidad masculina (1).






3.- Consecuencias de la quimioterapia en la fertilidad masculina



3.1.- Efectos de la quimioterapia en la niñez


Mientras que la radioterapia, en especial, cuando se aplica a la zona testicular o pélvica, produce efectos adversos en la fertilidad, incluso en dosis pequeñas, no se conocen por completo los efectos de la quimioterapia a largo plazo en cuanto a la fertilidad (4). 


La niñez siempre ha sido considerada un período quiescente en las fases del desarrollo testicular, protegiendo así a los testículos de los efectos adversos causados por la quimioterapia. Sin embargo, no existen muchos estudios ni datos que reflejen los impactos de la exposición de niños a este tipo de tratamiento y la mayoría se deducen a partir de estudios en adultos (1,10). 


Los testículos humanos prepuberales tienen cierta actividad, ya que durante esta etapa aumenta el volumen testicular, la proliferación de las células de Sertoli inmaduras así como de las células de Leydig. La sucesión de estos procesos fisiológicos de manera correcta permite el desarrollo puberal de los testículos y, como consecuencia, la fertilidad adulta. Por lo tanto, la quimioterapia podría perjudicar dichos procesos (1,10). 


La disfunción gonadal es el principal efecto secundario de la quimioterapia. El tejido testicular es especialmente sensible al efecto de los agentes alquilantes; en concreto, las células de Sertoli y la espermatogénesis pueden verse afectadas más frecuentemente que las células de Leydig, que suelen mantener su función (5).


· Efectos en células somáticas: La infertilidad observada tras la quimioterapia puede ser el resultado de un daño en las células germinales o de daños indirectos en el control endocrino y paracrino de las células somáticas (11). 


Las células de Sertoli, durante la infancia, proliferan activamente; este proceso se ve afectado principalmente durante el tratamiento quimioterápico. Se han encontrado células de Sertoli inmaduras en adultos que fueron tratados con quimioterapia durante su pubertad o pre-pubertad (10,12).


El conteo reducido de espermatozoides en pacientes que sobrevivieron al cáncer ha sido asociado con el incremento de los niveles de la hormona folículo estimulante (FSH), que afecta, indirectamente, a las células de Sertoli (13,14). 


Por otra parte, la función de las células de Leydig se ve disminuida en los pacientes que sobreviven a un cáncer pediátrico. Algunos pacientes presentan un descenso poco significativo en los niveles de testosterona plasmática y un incremento importante en los niveles de la hormona luteinizante (LH) en plasma, lo que lleva a una respuesta amplificada de la LH a la hormona liberadora de gonadotropina para compensar la disfunción de las células de Leydig (14, 15, 16, 17, 18). 


El hipogonadismo también es más frecuente en los pacientes que han sufrido un cáncer en la niñez, comparado con el resto de la población. Por otro lado, aunque la mayoría de los niños que se someten a un tratamiento para el cáncer desarrollan características sexuales secundarias y comienzan el período de pubertad a una edad correcta, algunos pueden presentar deficiencias en las hormonas sexuales, atraso en el inicio de la pubertad, así como disminución del volumen testicular, lo que sugiere disfunción endocrina en el testículo y espermatogénesis disfuncional (17,19,20,21). 


· Efectos en las espermatogonias y en los espermatocitos: la exposición a agentes alquilantes durante la niñez se ha asociado con daños testiculares caracterizados por células de Sertoli disfuncionales, un diámetro tubular reducido y fibrosis intersticial. Además, se ha observado una reducción a largo plazo del pool de espermatozoides en pacientes prepuberales que son expuestos a un tratamiento contra el cáncer, incluyendo a los agentes alquilantes, y el riesgo de infertilidad parece aumentar al verse alteradas las proporciones de este pool (22, 23, 24, 25). 


· Efectos en los espermatozoides: Los tratamientos de cáncer pediátrico normalmente contienen agentes alquilantes. El uso de ciclofosfamida (CED) se recomienda para cuantificar la exposición a los agentes alquilantes, de forma que se ha encontrado una correlación negativa entre la CED y la concentración de espermatozoides en hombres adultos que superaron un cáncer en la niñez (26, 27). 


Un estudio basado en 214 pacientes entre 1970 y 2002 ha mostrado que un 25% de los adultos que recibieron agentes alquilantes como tratamiento durante la niñez muestran azoospermia. Además, los pacientes normozoospérmicos restantes presentan discapacidad en la movilidad y la motilidad de los espermatozoides (26). 


Por otra parte, los pacientes de otras enfermedades diferentes al cáncer presentan azoospermia si están tratados con una dosis muy alta de agentes alquilantes; en cáncer no se utilizan dosis tan altas. Por lo tanto, la pérdida de fertilidad no sólo depende del tipo de cáncer o del estadío de la enfermedad, sino que lo más importante es el régimen de terapia (1, 28). 


En cuanto al núcleo de los espermatozoides, algunos estudios han estudiado la integridad del ADN espermático en supervivientes de cáncer pediátrico. En adultos, la quimioterapia parece no afectar a la integridad de la cromatina si se aplica durante la niñez; sin embargo, la exposición durante la adolescencia parece aumentar el número de mutaciones epigenéticas y la metilación de ADN se ve alterada en los espermatozoides (29,30,31). 



3.2.- Efectos de la quimioterapia en la vida adulta

· Efectos de la quimioterapia en las células somáticas: El éxito de la espermatogénesis depende en gran parte de un adecuado balance hormonal, por lo que en los hombres con una historia clínica de cáncer, la función testicular se estudia mediante la medición de los niveles en sangre de FSH, LH y testosterona. En la práctica clínica, la medición de la testosterona y la LH en suero se ha utilizado para evaluar el deterioro de las células de Leydig (32,33,34). El aumento en el nivel de FSH asociado con un fallo de la espermatogénesis se asocia a la disfunción de las células de Sertoli. Algunos estudios proponen la medición del ratio inhibina/FSH debido a que estas células son la principal fuente de inhibina en los testículos, pudiendo ser un marcador de la función de las células de Sertoli. Después de la quimioterapia, los hombres adultos con malignidades hematológicas sufren un descenso de la inhibina B asociado a un aumento del nivel de FSH. Sin embargo, parece que es difícil evaluar el daño de las células de Sertoli únicamente con el índice inhibina/FSH, por lo que sería mejor evaluar este parámetro junto con otros factores hormonales como pueden ser la testosterona o la LH (35,36,37). 

Las células de Leydig han sido consideradas como más resistentes a la quimioterapia en comparación con las células de Sertoli o las células germinales. Aún así, se ha podido observar que la función de éstas se puede ver afectada en los supervivientes de cáncer de larga duración: un aumento de los niveles de LH en sangre y una baja o normal concentración de testosterona (15, 38).

· Efectos de la quimioterapia en las espermatogonias y espermatocitos: Es difícil estudiar los efectos citotóxicos de la quimioterapia en las espermatogonias y los espermatocitos en los adultos sin biopsia testicular (39). Además, existe muy poca información sobre los biomarcadores del daño en estas células. En los hombres adultos, la hormona Anti-Mülleriana (AMH) ha podido ser detectada en el suero y en el plasma seminal, pero su acción en el varón adulto es poco conocida (6). Esta hormona está regulada positivamente por la FSH y fuertemente regulada por la testosterona (Figura 1), y debido a su implicación en el eje hipotálamo-hipófisis-testículo, se ha planteado su uso como biomarcador de la toxicidad de la quimioterapia en combinación con la FSH, la testosterona y la inhibina B (1,6). 

Se ha observado un aumento de la AMH sérica en pacientes seis meses después del tratamiento con agentes alquilantes, mientras que esta hormona disminuye generalmente con el inicio de la maduración testicular. En los adultos, la inhibina B está formada por la subunidad α producida por las células de Sertoli y la subunidad βB aportada por los espermatocitos y las espermátidas; y disminuye la producción de la AMH al inhibir el efecto de la FSH sobre las células de Sertoli. Por lo tanto, la disminución de los espermatocitos y las espermátidas a causa de la quimioterapia, reduce la producción de la inhibina B. Consecuentemente, la retroalimentación o feedback negativo de FSH se interrumpe y ocurre un aumento en los niveles de la AMH (40,41). 




Figura 1. Representación del eje hipotálamo-hipófisis-testículo. La GnRH es secretada por el hipotálamo y estimula la síntesis de LH y FSH en la hipófisis. La LH promueve la síntesis de la testosterona en las células de Leydig. La FSH se une a las células de Sertoli junto con la testosterona y estimula la espermatogénesis y la síntesis de inhibina B y AMH. Las flechas con puntos representan el feedback negativo (6). 


Los espermatocitos también son susceptibles a los efectos citogenotóxicos de los compuestos quimioterapéuticos. Numerosos agentes quimioterapéuticos causan un aumento del estrés oxidativo en los tejidos testiculares, que se asocia a una sub-regulación de las enzimas antioxidantes (42,43). Este aumento del estrés oxidativo puede provocar daño en el ADN de células germinales e incluso la muerte celular. La apoptosis de las células germinales puede ser causa de oligozoospermia o azoospermia, pero también impide la producción de espermatozoides con daños en el ADN y su posible transmisión a la descendencia (44,45,46,47). Sin embargo, en algunos animales se ha observado que algunas células podrían evitar la apoptosis y causar una producción espermática anormal. Esto podría deberse a un aumento en la expresión del protooncogen Jun y a una alteración en los puntos de control del ciclo celular. Además de alterar la expresión génica, algunos agentes quimioterapéuticos podrían interferir en la replicación del ADN o en la segregación de los cromosomas, por ejemplo el etopósido (48). 

· Efectos de la quimioterapia sobre los espermatozoides:

Producción del esperma y periodo de recuperación


Se han descrito cambios en la calidad seminal debido al tratamiento quimioterapéutico. En un estudio realizado por Bahadur, G., et al. de 2005 se evaluó la calidad del semen de pacientes con cáncer antes y después de la quimioterapia, y se pudo observar una disminución de la concentración, la movilidad y el volumen del semen, así como un aumento de las formas anormales de los espermatozoides. Además, en pacientes tratados por leucemia, linfoma o un cáncer testicular se detectaron distintos grados de azoospermia u oligozoospermia, y aproximadamente el 63% de ellos desarrollaron azoospermia irreversible (1,7). 


En muchos casos podría haber un periodo de recuperación que varía según la fase de desarrollo de la enfermedad y del régimen terapéutico. Esta recuperación depende la supervivencia de las células madre espermatogónicas, la regeneración de su número y su capacidad de diferenciación (1,8). En los seres humanos, al igual que en los roedores, tras el tratamiento con agentes quimioterapéuticos que no matan las células madre espermatogénicas, normalmente se llega a recuperar el recuento normal de espermatozoides y la fertilidad potencial en un plazo de 12 semanas tras finalizar la quimioterapia (Figura 2) (8) .  






Figura 2. Disminución del recuento de espermatozoides en pacientes tratados con NOVP (8). NOVP es un tratamiento para el linfoma de Hodgkin que se basa en Novantrona (mitoxantrona), Oncovin (vincristina) vinblastina y prednisona. En la representación gráfica, los círculos blancos pequeños son los recuentos individuales y los negros los promedios de recuentos agrupados en rangos de tiempo. 


Sin embargo, muchos regímenes antineoplásicos combinados incluyen el tratamiento con radiación o quimioterapia (por ejemplo, agentes alquilantes) que destruyen las células madre. Aunque la dosis sea moderada, se dañan las células madre y se produce una azoospermia que se prolonga durante mucho más tiempo que las 12 semanas previstas (8). En el caso del linfoma de Hodgking tratado con quimioterapia MOPP se ha podido demostrar que el 100% de los pacientes en edad reproductiva son azoospérmicos a los 14 meses de recibir la quimioterapia. La recuperación más temprana puede ocurrir a los 15 meses, pero en algunos casos la azoospermia sigue presente incluso 20 años después. Además, aunque los pacientes recuperen la espermatogénesis, la mayoría presentan un bajo recuento espermático (49,50). 

Anomalías nucleares del esperma

Aunque la espermatogénesis puede recuperarse tras finalizar la quimioterapia, en la mayoría de los supervivientes al cáncer se observan daños nucleares persistentes en los espermatozoides: daños en el ADN y la cromatina (51,52,53). Por otro lado, también se ha descrito una segregación cromosómica aberrante en consecuencia a los tratamientos contra el cáncer, causando una producción de espermatozoides con anomalías cromosómicas numéricas. Este efecto secundario del tratamiento puede prolongarse en el tiempo, pero dependiendo del tratamiento se han visto diferencias (54). 


En cuanto a la fragmentación del ADN, aunque algunos estudios no muestran diferencias, otros han observado un aumento de la fragmentación del ADN espermático en individuos con cáncer testicular y linfoma de Hodgkin tras un periodo de recuperación mayor a 24 meses. Los agentes alquilantes en particular, modifican la base del ADN e inducen enlaces cruzados de ADN (55,56). 


Por último, también se han descrito cambios en los perfiles de metilación del ADN. En los roedores se ha observado una reducción de la expresión de las metiltransferasas de ADN y una alteración de los patrones de metilación del ADN en espermatozoides tras la administración de fármacos contra el cáncer (57,58,59). 



4.- Efectos de la quimioterapia en la descendencia

Los supervivientes de cáncer tienen menor probabilidad que la población general de tener descendencia debido a que su semen es de peor calidad, en función de la localización del tumor, la edad de exposición a la quimioterapia y el momento del diagnóstico. Se ha demostrado que los tratamientos quimioterapéuticos afectan las tasas de natalidad, pero no  las tasas de mortalidad. Por otro lado, no se han observado aumentos en el riesgo de anomalías congénitas, de mutaciones de novo ni de alteraciones en el cariotipo en los hijos de varones supervivientes de cáncer en comparación con los hijos nacidos de padres sin antecedentes de cáncer (Tabla 2) (60).

En roedores, los fármacos alquilantes provocan un aumento de abortos que podría deberse a una alteración de la activación de un gen que modifica la cinética del desarrollo embrionario. También se han observado malformaciones, como onfalocele y micrognatia y efectos adversos a largo plazo sobre el desarrollo reproductivo de machos y hembras de rata. Sin embargo, el inicio de la pubertad, el comportamiento sexual y la fertilidad no se vieron afectados. Además, el tratamiento durante la pubertad influyó en la descendencia directa y en la F2, demostrando una posible transmisión transgeneracional de los efectos de la exposición paterna a la quimioterapia en la descendencia, que debe investigarse (61,62).


5.- Conclusiones


Los agentes quimioterapéuticos utilizados para el tratamiento del cáncer pueden afectar a la fertilidad masculina. Sin embargo, su efecto depende del tipo de fármaco utilizado, la dosis, el régimen de administración y la edad del paciente. 


Los estudios disponibles muestran que estos tratamientos pueden afectar a distintos niveles de la espermatogénesis pudiendo causar daños en las células somáticas, las espermatogonias y los espermatocitos o los espermatozoides, afectando a la capacidad del individuo de tener descendencia. Por ejemplo, se ha observado una disminución de la calidad seminal que implica cambios en la motilidad y la concentración de los espermatozoides. Por otra parte, también se han descrito alteraciones a nivel del ADN como pueden ser la fragmentación y cambios epigenéticos o epimutaciones (Tabla 2). 


Aún así, siguen siendo necesarios más estudios sobre el efecto tóxico de estos medicamentos para poder mejorar los tratamientos existentes y minimizar sus efectos en la fertilidad.


Tabla 2. Resumen de los efectos del tratamiento quimioterapéutico en la fertilidad masculina (1). 


 

6- Bibliografía

1.-  Delessard, M., Saulnier, J., Rives, A., Dumont, L., Rondanino, C., & Rives, N. Exposure to chemotherapy during childhood or adulthood and consequences on spermatogenesis and male fertility. International journal of molecular sciences 2020, 21(4), 1454.

2.-  Allen, C. M., Lopes, F., Mitchell, R. T., & Spears, N. How does chemotherapy treatment damage the prepubertal testis?. Reproduction 2018, 156(6), R209-R233.

3.-  Huleihel, M., & Lunenfeld, E. Approaches and technologies in male fertility preservation. International Journal of Molecular Sciences 2020,21(15), 5471.

4.-  Marquis, A., Kuehni, C. E., Strippoli, M. P. F., Kühne, T., & Brazzola, P. Sperm analysis of patients after successful treatment of childhood acute lymphoblastic leukemia with chemotherapy. Pediatric blood & cancer 2010, 55(1), 208-210.

5.- Sancho, P. C. Secuelas endocrinológicas en supervivientes de cáncer infantil. Endocrinología, Diabetes y Nutrición 2017, 64(9), 498-505.

6.- Andersen, J. M. Semen quality in relation to body mass index, sperm fatty acid composition, and anti-Müllerian hormone 2017.

7.- Bahadur, G., Ozturk, O., Muneer, A., Wafa, R., Ashraf, A., Jaman, N., Patel, S., Oyede, A.W., Ralph, D.J. Semen quality before and after gonadotoxic treatment. Hum. Reprod. 2005, 20, 774–781.

8.- Meistrich, M. L. Effects of chemotherapy and radiotherapy on spermatogenesis in humans. Fertility and sterility 2013, 100(5), 1180-1186.

9.- Kato, M., & Manabe, A. Treatment and biology of pediatric acute lymphoblastic leukemia. Pediatrics International 2018, 60(1), 4-12.

10.-   Chemes, H.E.; Infancy is not a quiescent period of testicular development. Int. J. Andrology. 2001,24, 2–7.

11.-    Stukenborg, J.-B.; Jahnukainen, K.; Hutka, M.; Mitchell, R.T.; Cancer treatment in childhood and testicular function: The importance of the somatic environment. Endocr. Connect. 2018,7, R69–R87

12.- Maymon, B.B.-S.; Yogev, L.; Marks, A.; Hauser, R.; Botchan, A.; Yavetz, H. Sertoli cell inactivation by cytotoxic damage to the human testis after cancer chemotherapy. Fertil. Steril. 2004, 81, 1391–1394.

13.- van Casteren, N.J.; van der Linden, G.H.M.; Hakvoort-Cammel, F.G.A.J.; Hählen, K.; Dohle, G.R.; van den Heuvel-Eibrink, M.M. Effect of childhood cancer treatment on fertility markers in adult male long-term survivors. Pediatr. Blood Cancer 2009, 52, 108–112

14.- Brämswig, J.H.; Heimes, U.; Heiermann, E.; Schlegel, W.; Nieschlag, E.; Schellong, G. The effects of different cumulative doses of chemotherapy on testicular function. Results in 75 patients treated for Hodgkin’s disease during childhood or adolescence. Cancer 1990, 65, 1298–1302.

15.- Gerl, A.; Mühlbayer, D.; Hansmann, G.; Mraz, W.; Hiddemann, W. The impact of chemotherapy on Leydig cell function in long term survivors of germ cell tumors. Cancer 2001, 91, 1297–1303.

16.- Heikens, J.; Behrendt, H.; Adriaanse, R.; Berghout, A. Irreversible gonadal damage in male survivors of pediatric Hodgkin’s disease. Cancer 1996, 78, 2020–2024.

17.- Gerres, L.; Brämswig, J.H.; Schlegel, W.; Jürgens, H.; Schellong, G. The effects of etoposide on testicular function in boys treated for Hodgkin’s disease. Cancer 1998, 83, 2217–2222.

18.- Talbot, J.A.; Shalet, S.M.; Tsatsoulis, A.; Grabinski, M.; Robertson, W.R. Luteinizing hormone pulsatility in men with damage to the germinal epithelium. Int. J. Androl. 1990, 13, 223–231.

19.- Isaksson, S.; Bogefors, K.; Ståhl, O.; Eberhard, J.; Giwercman, Y.L.; Leijonhufvud, I.; Link, K.; Øra, I.; Romerius, P.; Bobjer, J.; et al. High risk of hypogonadism in young male cancer survivors. Clin. Endocrinol. 2018, 88, 432–441.

20.- Pietila, S.; Mäkipernaa, A.; Koivisto, A.; Lenko, H. Growth impairment and gonadal axis abnormalities are common in survivors of paediatric brain tumours. Acta Paediatr. 2017, 106, 1684–1693.

21.- Rafsanjani, K.A.; Faranoush, M.; Hedayatiasl, A.A.; Vossough, P. Gonadal function and fertility in male survivors treated for Hodgkin’s disease in Iran. Saudi Med. J. 2007, 28, 1690–1693.

22.- Maymon, B.B.-S.; Yogev, L.; Marks, A.; Hauser, R.; Botchan, A.; Yavetz, H. Sertoli cell inactivation by cytotoxic damage to the human testis after cancer chemotherapy. Fertil. Steril. 2004, 81, 1391–1394.

23.- Hensle, T.; Burbige, K.; Shepard, B.; Marboe, C.; Blanc, W.; Wigger, J. Chemotherapy and its effect on testicular morphology in children. J. Urol. 1984, 131, 1142–1144.

24.- Hyman, L.; Gilbert, E. Testicular atrophy in a prepubescent male after cyclophosphamide therapy. Lancet 1972, 2, 426–427.

25.- Stukenborg, J.; Alves-Lopes, J.; Kurek, M.; Albalushi, H.; Reda, A.; Keros, V.; Töhönen, V.; Bjarnason, R.; Romerius, P.; Sundin, M.; et al. Spermatogonial quantity in human prepubertal testicular tissue collected for fertility preservation prior to potentially sterilizing therapy. Hum. Reprod. 2018, 33, 1677–1683.

26.- Green, D.M.; Liu, W.; Kutteh, W.H.; Ke, R.W.; Shelton, K.C.; Sklar, C.A.; Chemaitilly, W.; Pui, C.-H.; Klosky, J.L.; Spunt, S.L.; et al. Cumulative alkylating agent exposure and semen parameters in adult survivors of childhood cancer: A report from the St Jude Lifetime Cohort Study. Lancet Oncol. 2014, 15, 1215–1223.

27.- Green, D.M.; Nolan, V.G.; Goodman, P.J.; Whitton, J.A.; Srivastava, D.; Leisenring, W.M.; Neglia, J.P.; Sklar, C.A.; Kaste, S.C.; Hudson, M.M.; et al. The cyclophosphamide equivalent dose as an approach for quantifying alkylating agent exposure: A report from the Childhood Cancer Survivor Study. Pediatr. Blood Cancer 2014, 61, 53–67.

28.- Romerius, P.; Ståhl, O.; Moëll, C.; Relander, T.; Cavallin Ståhl, E.; Wiebe, T.; Giwercman, Y.L.; Giwercman, A. High risk of azoospermia in men treated for childhood cancer. Int. J. Androl. 2011, 34, 69–76.

29.- Romerius, P.; Stahl, O.; Moell, C.; Relander, T.; Cavallin-Stahl, E.; Gustafsson, H.; Lofvander Thapper, K.; Jepson, K.; Spano, M.; Wiebe, T.; et al. Sperm DNA Integrity in Men Treated for Childhood Cancer. Clin. Cancer Res. 2010, 16, 3843–3850.

30.- Thomson, A.; Campbell, A.; Irvine, D.; Anderson, R.; Kelnar, C.J.; Wallace, W.H. Semen quality and spermatozoal DNA integrity in survivors of childhood cancer: A case-control study. Lancet 2002, 360, 361–367.

31.- Shnorhavorian, M.; Schwartz, S.M.; Stansfeld, B.; Sadler-Riggleman, I.; Beck, D.; Skinner, M.K. Differential DNA Methylation Regions in Adult Human Sperm following Adolescent Chemotherapy: Potential for Epigenetic Inheritance. PLoS ONE 2017, 12, e0170085

32.- Remenár, E.; Számel, I.; Budai, B.; Vincze, B.; Gaudi, I.; Gundy, S.; Kásler, M. Increase of hypophyseal hormone levels in male head and neck cancer patients. Pathol. Oncol. Res. 2007, 13, 341–344.

33.- Spermon, J.; Ramos, L.; Wetzels, A.; Sweep, C.; Braat, D.; Kiemeney, L.; Witjes, J. Sperm integrity pre- and post-chemotherapy in men with testicular germ cell cancer. Hum. Reprod. 2006, 21, 1781–1786.

34.- Giagulli, V.A.; Vermeulen, A. Leydig cell function in infertile men with idiopathic oligospermic infertility. J. Clin. Endocrinol. Metab. 1988, 66, 62–67.

35.- Franchimont, P.; Millet, D.; Vendrely, E.; Letawe, J.; Legros, J.J.; Netter, A. Relationship between Spermatogenesis and Serum Gonadotropin Levels in Azoospermia and Oligospermia. J. Clin. Endocrinol. Metab. 1972, 34, 1003–1008.

36.- Tsatsoulis, A.; Shalet, S.M.; Morris, I.D.; de Kretser, D.M. Immunoactive Inhibin as a Marker of Sertoli Cell Function following Cytotoxic Damage to the Human Testis. HRP 1990, 34, 254–259.

37.- Wallace, E.M.; Groome, N.P.; Riley, S.C.; Parker, A.C.; Wu, F.C.W. Effects of Chemotherapy-Induced Testicular Damage on Inhibin, Gonadotropin, and Testosterone Secretion: A Prospective Longitudinal Study. J. Clin. Endocrinol. Metab. 1997, 82, 3111–3115.

38.- Howell, S.J.; Radford, J.A.; Ryder, W.D.J.; Shalet, S.M. Testicular Function After Cytotoxic Chemotherapy: Evidence of Leydig Cell Insufficiency. J. Clin. Oncol. 1999, 17, 1493–1498.

39.- Levi, M.; Hasky, N.; Stemmer, S.M.; Shalgi, R.; Ben-Aharon, I. Anti-Müllerian Hormone Is a Marker for Chemotherapy-Induced Testicular Toxicity. Endocrinology 2015, 156, 3818–3827.

40.- Marchetti, C.; Hamdane, M.; Mitchell, V.; Mayo, K.; Devisme, L.; Rigot, J.M.; Beauvillain, J.C.; Hermand, E.; Defossez, A. Immunolocalization of Inhibin and Activin α and βB Subunits and Expression of Corresponding Messenger RNAs in the Human Adult Testis. Biol. Reprod. 2003, 68, 230–235.

41.- Steger, K.; Rey, R.; Kliesch, S.; Louis, F.; Schleicher, G.; Bergmann, M. Immunohistochemical detection of immature Sertoli cell markers in testicular tissue of infertile adult men: A preliminary study. Int. J. Androl. 1996, 19, 122–128.

42.- Kotzur, T.; Benavides-Garcia, R.; Mecklenburg, J.; Sanchez, J.R.; Reilly, M.; Hermann, B.P. Granulocyte colony-stimulating factor (G-CSF) promotes spermatogenic regeneration from surviving spermatogonia after high-dose alkylating chemotherapy. Reprod. Biol. Endocrinol. 2017, 15, 7.

43.- Mohammadnejad, D.; Abedelahi, A.; Soleimani-rad, J.; Mohammadi-roshandeh, A.; Rashtbar, M.; Azami, A. Degenerative Effect of Cisplatin on Testicular Germinal Epithelium. Adv. Pharm. Bull. 2012, 2, 173–177.

44.- Azab, S.S.; kamel, I.; Ismail, N.N.; El Din Hosni, H.; El Fatah, M.A. The defensive role of taurine against gonadotoxicity and testicular apoptosis effects induced by cisplatin in rats. J. Infect. Chemother. 2020, 26, 51–57.

45.- Fouad, A.A.; Refaie, M.M.M.; Abdelghany, M.I. Naringenin palliates cisplatin and doxorubicin gonadal toxicity in male rats. Toxicol. Mech. Methods 2019, 29, 67–73.

46.- Yeh, Y.-C.; Lai, H.-C.; Ting, C.-T.; Lee, W.-L.; Wang, L.-C.; Wang, K.-Y.; Lai, H.-C.; Liu, T.-J. Protection by doxycycline against doxorubicin-induced oxidative stress and apoptosis in mouse testes. Biochem. Pharmacol. 2007, 74, 969–980. 

47.- Cai, L.; Hales, B.F.; Robaire, B. Induction of Apoptosis in the Germ Cells of Adult Male Rats after Exposure to Cyclophosphamide1. Biol. Reprod. 1997, 56, 1490–1497.

48.- Delbès, G.; Chan, D.; Pakarinen, P.; Trasler, J.M.; Hales, B.F.; Robaire, B. Impact of the Chemotherapy Cocktail Used to Treat Testicular Cancer on the Gene Expression Profile of Germ Cells from Male Brown-Norway Rats. Biol. Reprod. 2009, 80, 320–327.

49.- Chapman, R.M.; Sutcliffe, S.B.; Rees, L.H.; Edwards, C.R.; Malpas, J.S. Cyclical combination chemotherapy and gonadal function. Retrospective study in males. Lancet 1979, 1, 285–289.

50.- Marmor, D.; Duyck, F. Male reproductive potential after MOPP therapy for Hodgkin’s disease: A long-term survey. Andrologia 1994, 27, 99–106.

51.- O’Flaherty, C.; Hales, B.F.; Chan, P.; Robaire, B. Impact of chemotherapeutics and advanced testicular cancer or Hodgkin lymphoma on sperm deoxyribonucleic acid integrity. Fertil. Steril. 2010, 94, 1374–1379.

52.- Bujan, L.; Walschaerts, M.; Brugnon, F.; Daudin, M.; Berthaut, I.; Auger, J.; Saias, J.; Szerman, E.; Moinard, N.; Rives, N.; et al. Impact of lymphoma treatments on spermatogenesis and sperm deoxyribonucleic acid: A multicenter prospective study from the CECOS network. Fertil. Steril. 2014, 102, 667–674.

53.- Rives, N.; Walschaerts, M.; Setif, V.; Hennebicq, S.; Saias, J.; Brugnon, F.; Auger, J.; Berthaut, I.; Szerman, E.; Daudin, M.; et al. Sperm aneuploidy after testicular cancer treatment: Data from a prospective multicenter study performed within the French Centre d’Étude et de Conservation des Oeufs et du Sperme network. Fertil. Steril. 2017, 107, 580–588.

54.- Burrello, N.; Vicari, E.; Vignera, S.L.; Romeo, G.; Campagna, C.; Magro, E.; Giuffrida, D.; D’Agata, R.; Calogero, A.E. Effects of anti-neoplastic treatment on sperm aneuploidy rate in patients with testicular tumor: A longitudinal study. J. Endocrinol. Investig. 2011, 34, 121–125.

55.- van Delft, J.H.M.; van den Ende, A.M.C.; Keizer, H.J.; Ouwerkerk, J.; Baan, R.A. Determination of N7-methylguanine in DNA of white blood cells from cancer patients treated with dacarbazine. Carcinogenesis 1992, 13, 1257–1259.

56.- Stornetta, A.; Zimmermann, M.; Cimino, G.; Henderson, P.; Sturla, S. DNA Adducts from Anticancer Drugs as Candidate Predictive Markers for Precision Medicine. Chem. Res. Toxicol. 2017, 30, 388–409. 

57.- Marques, C.J.; Costa, P.; Vaz, B.; Carvalho, F.; Fernandes, S.; Barros, A.; Sousa, M. Abnormal methylation of imprinted genes in human sperm is associated with oligozoospermia. Mol. Hum. Reprod. 2008, 14, 67–74. 

58.- Chan, D.; Delbès, G.; Landry, M.; Robaire, B.; Trasler, J.M. Epigenetic Alterations in Sperm DNA Associated with Testicular Cancer Treatment. Toxicol. Sci. 2012, 125, 532–543.

59.- Stensheim, H.; Klungsøyr, K.; Skjaerven, R.; Grotmol, T.; Fosså, S. Birth outcomes among offspring of adult cancer survivors: A population-based study. Int. J. Cancer 2013, 33, 2696–2705.

60.- Stensheim, H.; Klungsøyr, K.; Skjaerven, R.; Grotmol, T.; Fosså, S. Birth outcomes among offspring of adult cancer survivors: A population-based study. Int. J. Cancer 2013, 33, 2696–2705.

61.- Auroux, M.R.; Dulioust, E.J.B.; Nawar, N.N.; Yacoub, S.G.; Mayaux, M.J.; Schwartz, D.; David, G. Antimitotic drugs in the male rat. Behavioral abnormalities in the second generation. J. Androl. 1988, 9, 153–159.

62.- Seethalakshmi, L.; Flores, C.; Kinkead, T.; Carboni, A.A.; Malhotra, R.K.; Menon, M. Effects of subchronic treatment with cis-platinum on testicular function, fertility, pregnancy outcome, and progeny. J. Androl. 1992, 13, 65–74.









17 de diciembre de 2019

La cafeína y los espermatozoides: ¿amigos o enemigos?


La cafeína es una molécula muy conocida por todo el mundo que destaca gracias a su acción estimulante sobre el sistema nervioso central. Es ampliamente consumida a diario por gran parte de la población y, de hecho, hay quienes afirman no poder despertar con energía sin el efecto de esta. En este sentido, seguro que todos conocemos a alguien que cuando madruga dice: “yo sin un café no soy persona”. Aunque lo primero que pensamos cuando escuchamos cafeína es el café, también está presente en muchos otros productos que consumimos diariamente, tales como: té, bebidas energéticas, algunos medicamentos e, incluso, el chocolate.

Figura 1. Cantidad de cafeína (mg) en productos de consumo diario. (Recuperado de https://www.mens-app.es/cafeina-y-fertilidad-masculina/)

Además de estas propiedades estimulantes, la cafeína presenta ciertos efectos negativos. Entre estos destacan la hipertensión, el insomnio y ciertos problemas de salud como, por ejemplo, enfermedades cardiovasculares. Sin embargo, quizás nos sorprenderíamos si conociésemos que también influye en la fertilidad. Varios estudios demuestran que puede afectar a la fertilidad femenina, pues se ha visto que altera los niveles hormonales durante el ciclo menstrual o que provoca ciclos más cortos de lo normal (menos de 28 días). No obstante, cuando hablamos de fertilidad no podemos pasar por alto el factor masculino. En este caso, se han publicado numerosos artículos científicos en relación a cómo afecta la cafeína a la reproducción en el varón y, como consecuencia, a los espermatozoides o gametos masculinos. 

Para evaluar cómo afecta la cafeína en la calidad espermática se han realizado diferentes estudios considerando los parámetros establecidos por la Organización Mundial de la Salud (OMS): viabilidad, motilidad, morfología, volumen y concentración espermática. Según los estudios publicados, el consumo de cafeína mejora tanto la viabilidad como la motilidad de los espermatozoides. De hecho, se ha visto que la cafeína mejora la actividad de la mitocondria, que es un orgánulo o parte de la célula que se encarga de proporcionarle energía, la cual es muy necesaria para la motilidad del espermatozoide, entre otras funciones.

En cuanto a la morfología de los espermatozoides y volumen seminal en el eyaculado en personas que consumen varias tazas de café no existe un consenso ya que varios estudios no encuentran diferencias en estos parámetros con relación a la exposición de cafeína. No obstante, otros científicos demuestran que existen más formas anormales en los espermatozoides de varones que toman de 1 a 3 tazas de café al día, además de una tendencia a presentar volúmenes seminales inferiores. Por otro lado, en relación con la concentración espermática también existe discrepancia entre los resultados de los estudios publicados pues mientras algunos estudios asociaron un mayor consumo de cafeína con un aumento de la concentración espermática, otros no encontraron diferencias.
 
Figura 2. Algunas de las posibles alteraciones encontradas en los espermatozoides respecto a su concentración, movilidad o malformaciones. (Recuperado de https://www.reproduccionasistida.org/calidad-del-semen-con-obesidad/)

Diversos estudios además han analizado cómo afecta al ADN espermático, y señalan que el consumo elevado de cafeína, lo que corresponde a más de tres tazas de cafés al día, aumenta el daño en el ADN lo que puede provocar alteraciones genéticas al fecundar al óvulo, aumentando el riesgo de defectos en el desarrollo del feto y enfermedades genéticas. Sin embargo, en un estudio en ratas se ha observado que la cafeína a bajas dosis tiene un posible efecto protector frente a ROS. Los ROS son especies reactivas de oxígeno que son necesarias en el tracto genital masculino, pero que cuando se desequilibran, afectan negativamente a las células espermáticas (afectando a la integridad de su ADN) y a la calidad del semen. Así, la cafeína a bajas dosis podría actuar como antioxidante, disminuyendo el efecto dañino de los ROS y, al final, reduciendo el daño producido en el ADN de los espermatozoides. Además, también se ha visto que tomar cafeína se relaciona con mayores niveles de testosterona en el varón, la hormona masculina por excelencia.

Con respecto al efecto de la cafeína en las técnicas de reproducción asistida, diversos estudios apuntan a que, gracias a su efecto estimulante, se ha comprobado que mejora la motilidad de los espermatozoides tras su descongelación. Así, también se utiliza en procedimientos in vitro de mejora del espermatozoide previos a su uso. Además, se ha observado que, en parejas sometidas a ciclos de reproducción asistida, un consumo moderado de cafeína en el hombre no tiene efectos sobre la fertilidad, la probabilidad de embarazo o la de nacimiento. Sin embargo, una alta ingesta sí las disminuye, y en caso de embarazo, aumentaría la probabilidad de que fuera un embarazo múltiple.



Como conclusión, se podría decir que el consumo moderado de cafeína se asocia a mayores niveles de testosterona. Sin embargo, una alta ingesta (más de tres tazas de café/día) sería perjudicial, dañando el ADN espermático y provocando posibles alteraciones genéticas en el embrión. Por otro lado, se han asociado bajas dosis con un posible efecto antioxidante, beneficioso para proteger dicho ADN. Por último, se ha estudiado el efecto de la cafeína en los resultados obtenidos en técnicas de reproducción asistida, de forma que la ingesta de cafeína estaría relacionada con la fertilidad masculina en general y con los resultados de TRA, por lo que las parejas que quieren tener hijos, sobre todo si tienen algún problema, deberían de moderar el consumo por precaución. Aun así, se necesitan más estudios para que estas afirmaciones sean concluyentes y se pueda establecer una única hipótesis sobre los efectos de esta sustancia.


BIBLIOGRAFÍA

Akomolafe, S. F., Olasehinde, T. A., Ogunsuyi, O. B., Oyeleye, S. I., & Oboh, G. (2019). Caffeine improves sperm quality, modulates steroidogenic enzyme activities, restore testosterone levels and prevent oxidative damage in testicular and epididymal tissues of scopolamine-induced rat model of amnesia. Journal of Pharmacy and Pharmacology, 71(10), 1565–1575.

Dias, T. R., Alves, M. G., Casal, S., Silva, B. M., & Oliveira, P. F. (2016). The single and synergistic effects of the major tea components caffeine, epigallocatechin-3-gallate and l-theanine on rat sperm viability. Food and Function, 7(3), 1301–1305.

Harrison, R.F., Sheppard, B.L., & Kaliszer, M. (1980). Observations on the Motility, infrastructure and Elemental Composition of Human Spermatozoa Incubated with Caffeine. Andrologia, 12, 34–42.

Jensen, T.K., Swan, S.H., Skakkebaek, N.E., Rasmussen, S., Jørgensen, N. (2010). Caffeine intake and semen quality in a population of 2,554 young Danish men. American Journal of Epidemiology, 171:883–891.

Karmon, A. E., Toth, T. L., Chiu, Y. H., Gaskins, A. J., Tanrikut, C., Wright, D. L., et al. (2017). Male caffeine and alcohol intake in relation to semen parameters and in vitro fertilization outcomes among fertility patients. Andrology, 5(2), 354–361.

Marshburn, P.B., Sloan, C.S., & Hammond, M.G. (1989). Semen quality and association with coffee drinking, cigarette smoking, and ethanol consumption. Fertility and Sterility, 52, 162–165.

Pariz, J.R. & Hallak, J. (2016). Effects of caffeine supplementation in post-thaw human semen over different incubation periods. Andrologia, 48, 1049–1054.

Ricci, E., Viganò, P., Cipriani, S., Somigliana, E., Chiaffarino, F., Bulfoni, A., & Parazzini, F. (2017). Coffee and caffeine intake and male infertility: A systematic review. Nutrition Journal, 16(1), 1–14.

Schmid, T. E., Eskenazi, B., Baumgartner, A., Marchetti, F., Young, S., Weldon, R., et al. (2007). The effects of male age on sperm DNA damage in healthy non-smokers. Human Reproduction, 22(1), 180–187.

Slanina, T., Miškeje, M., Tirpák, F., Błaszczyk, M., Formicki, G., & Massányi, P. (2018). Caffeine strongly improves motility parameters of Turkey spermatozoa with no effect on cell viability. Acta Veterinaria Hungarica, 66(1), 137–150.

Wesselink, A. K., Wise, L. A., Rothman, K. J., Hahn, K. A., Mikkelsen, E. M., Mahalingaiah, S., & Hatch, E. E. (2016). Caffeine and caffeinated beverage consumption and fecundability in a preconception cohort. Reproductive Toxicology, 62, 39–45.

Zakir, Z., Hassan, M. (2013). Caffeine (1,3,7-trimethylxanthine): the good and the bad; a review. Journal of Public Health and Biological Sciences, 2(4):313-323.

 Realizado por: Clara Agudo, Sara Chulián, Andrés Prieto, Noelia López



Efecto de la cafeína en la fertilidad masculina

Introducción


La cafeína, también denominada 1,3,7-trimetilxantina, es el compuesto más representativo del grupo de los alcaloides que conforman las metilxantinas. A pesar de que es posible fabricarla artificialmente, se encuentra de forma natural en más de 60 especies de plantas, siendo las fuentes más conocidas las hojas de té y, sobre todo, los granos de café. Esta molécula con propiedades psicoactivas y estimulantes del sistema nervioso central (SNC), se encuentra en numerosos productos de consumo diario (café, té, bebidas energéticas, algunos medicamentos e, incluso, chocolate) y, por lo tanto, forma parte de la ingesta rutinaria de gran parte de la población (Akomolafe et al., 2019; Dias et al., 2015; Dias et al., 2016).

Se conoce que la cafeína aumenta las tasas metabólicas celulares, así como las concentraciones de ácidos grasos libres y glucosa en sangre. Algunos de sus mecanismos de acción más relevantes parecen ser el antagonismo de los receptores de la adenosina (debido a que ambas moléculas presentan una gran similitud estructural con un doble anillo de unión) (Dias et al. 2015), y la inhibición que ejerce la cafeína sobre la fosfodiesterasa que degrada el AMPc a 5’-AMPc (Slanina et al., 2018). Una de las características de la cafeína es la capacidad que presenta para atravesar sin dificultad las membranas biológicas y absorberse rápidamente, de hecho, alcanza su pico en sangre pasados 15-45 minutos tras su consumo. Una vez absorbida, se distribuye a diversos tejidos y se descompone en metabolitos con distintas acciones farmacológicas (Dias et al. 2015; Ricci et al., 2017).


Figura 1. Estructura química de la cafeína (Zakir et al., 2013).

Muchos estudios relacionan su efecto con algunos de los principales problemas de salud tales como enfermedades cardiovasculares o coronarias, trastornos neuropsiquiátricos, enfermedades cognitivas como el Alzheimer o trastornos reproductivos (Akomolafe et al., 2019; Dias et al. 2015). En este último caso, existen estudios que demuestran que la cafeína puede tener implicación sobre la fertilidad femenina al reducir los niveles de estrógenos y progesterona en la fase lútea, aumentar el riesgo de ciclos menstruales cortos o estimular la ovulación. Del mismo modo, se han publicado numerosos artículos acerca de cómo afecta a la fertilidad masculina y, consecuentemente, a los espermatozoides (Wesselink et al., 2016). En este sentido y en relación con el mecanismo de acción, se ha sugerido que la adenosina y sus antagonistas podrían influir en el sistema reproductivo masculino y, más concretamente, varios estudios han demostrado la presencia de receptores de adenosina en las células de Sertoli. Así, tanto en la vida fetal como en la adulta, la cafeína puede actuar indirectamente al afectar el eje neuroendocrino reproductor o bien mediante un efecto tóxico directo sobre el epitelio germinativo (Dias et al. 2015; Ricci et al., 2017). Además, estudios han publicado que las metilxantinas provocan efectos sobre la motilidad espermática, la capacitación y los procesos de fertilización in vitro en mamíferos (Rota et al., 2019).


Efecto de la cafeína en la calidad espermática 


El estudio del efecto de la cafeína en la calidad espermática se realiza con el análisis de diversos parámetros. La Organización Mundial de la Salud (OMS, 2010) establece unos análisis para conocer la calidad espermática, dando valores de referencia a cada uno de ellos. Estos parámetros que vamos a estudiar son: viabilidad, volumen, concentración, morfología, y motilidad.

-          Viabilidad. En los testículos de ratas en los que previamente se habían inducido alteraciones en los parámetros seminales (mediante escopolamina), se vio una mejora en la viabilidad de los espermatozoides. Esto sugiere que la cafeína puede tener el potencial para prevenir lesiones oxidativas o daños en los espermatocitos (Akomolafe et al., 2019).

Figura 2. Efecto de la cafeína en la viabilidad espermática en tejido testicular de ratas inducidas con escopolamina. CAF: cafeína, SCOP: escopolamina, DON: donepezil (Akomolafe et al., 2019).


-          Volumen. Ningún estudio encontró una relación significativa entre la ingesta de cafeína y el volumen de semen. A pesar de ello, algunos estudios encontraron volúmenes de semen inferiores en hombres con un consumo superior de cafeína (café o cola) respecto a los que consumían menos o no consumían, aunque no eran resultados significativos, sí seguían esa tendencia (Ricci et al., 2017).

-          Concentración. Hay controversia con este parámetro. Algunos estudios han demostrado que la ingesta de cafeína se asocia con una disminución de la concentración y recuento total de espermatozoides a medida que aumenta la ingesta (Ricci et al., 2017; Wesselink et al., 2016; Jensen et al., 2010), mientras que otros no observaron una asociación entre este parámetro y la cafeína. Sin embargo, un único estudio (Marshbun et al., 1989) encontró un aumento de la concentración espermática mayor en aquellos que bebían de 1 a 3 tazas de café/día, en comparación con los que no tomaban y con los que tomaban 4 o más (Ricci et al., 2017).

-          Morfología. Según algunos estudios la cafeína puede producir diferentes anormalidades ultraestructurales en la morfología espermática en humanos (Harrison et al., 1980; Slanina et al., 2018). Estas diversas anormalidades prevalecen entre los hombres que beben de 1 a 3 tazas de café/día, pero no encontraron diferencias entre los que toman 4 o más. Sin embargo, otros estudios no vieron daños producidos por la cafeína (Barkay et al., 1984; Ricci et al., 2017; Slanina et al., 2018; Vine et al., 1997).

-          Motilidad. Muchos estudios han observado en numerosas especies de mamíferos como el humano, que la cafeína aumenta la motilidad espermática (de Wagenaar et al., 2016; Slanina et al., 2018; Wesselink et al., 2016). Esto se debe al efecto inhibitorio producido por la cafeína en la actividad de la cAMP-fosfodiesterasa, que conduce a niveles elevados de cAMP intracelular, que actúa aumentando la motilidad espermática (Slanina et al., 2018). Aunque otros estudios no indicaron ninguna diferencia significativa que relacione el consumo de cafeína con la motilidad (Ricci et al., 2017).

Tras un estudio de incubación de espermatozoides post-criopreservación con cafeína se asoció con un aumento de la motilidad y de la actividad mitocondrial, lo que sugiere que la cafeína actúa sobre el mecanismo de energía mitocondrial, resultando en un aumento de la motilidad (Pariz & Hallak, 2016).

Figura 3. Efecto de la cafeína en la movilidad espermática en tejido testicular de ratas inducidas con escopolamina. CAF: cafeína, SCOP: escopolamina, DON: donepezil (Akomolafe et al., 2019).


Efectos de la cafeína sobre la integridad del ADN espermático 


La cafeína está considerada como un factor externo que incrementa los valores de fragmentación del ADN espermático. Diversos estudios resaltan que el consumo elevado de cafeína aumenta el daño en el ADN del espermatozoide, generando roturas de doble cadena (Gosálvez et al., 2008; Schmid et al., 2007). El daño en el ADN puede convertirse en aberraciones cromosómicas y mutaciones genéticas al fertilizar, lo que aumenta el riesgo de defectos en el desarrollo y descendencia con enfermedades genéticas (Schmid et al., 2007).
Un estudio realizado describe que más de 3 tazas de café diarias (~ 300 mg/día de cafeína) es un factor de riesgo para el daño del ADN del esperma, independiente de la edad, ya que observaron que los hombres con un consumo diario sustancial de cafeína aumentan el daño en los espermatozoides asociado a roturas de doble cadena (Schmid et al., 2007) Exponen dos posibles actividades biológicas que pueden explicar dichos hallazgos. La cafeína es un alcaloide y sus productos metabólicos, la teobromina y la xantina, pueden reducir el cobre de Cu(II) a Cu(I), lo que conduce a la generación de radicales de oxígeno (Shamsi et al., 1995). La generación de radicales de oxígeno aumenta el estrés oxidativo, generando roturas de doble cadena en el ADN (Azam et al., 2003). Además, la cafeína inhibe la reparación de la doble cadena (Sarkaria et al., 1999), lo que puede explicar el aumento del daño del ADN después de su consumo excesivo.

 Efecto de la cafeína sobre la testosterona


Estudios en varones han demostrado que la ingesta de cafeína se asocia con mayores niveles de testosterona (Ramlau-Hansen et al., 2008), lo cual puede ser debido a la alteración del perfil glucolítico y oxidativo que la cafeína induce sobre las células de Sertoli (Ricci et al., 2017). Además, un estudio establece que puede ser positiva para prevenir el hipogonadismo y mejorar la función sexual ya que se comprobó que la cafeína aumentó los niveles de testosterona en ratas tratadas frente al grupo control y restableció dichos niveles cuando se habían visto reducidos por una alteración de la fertilidad de las ratas inducida en el laboratorio con escopolamina (Akomolafe et al., 2019).
Figura 4. Efecto de la cafeína en los niveles de testosterona en tejido testicular de ratas inducidas con escopolamina. CAF: cafeína, SCOP: escopolamina, DON: donepezil (Akomolafe et al., 2019).


Efecto de la cafeína sobre el daño oxidativo (ROS) en tejido epididimario y testicular 


Las células espermáticas presentan altas tasas metabólicas asociadas a producción de especies reactivas de oxígeno (ROS). En cantidades controladas, estos son necesarios para el funcionamiento de estas células. Sin embargo, un desequilibrio de estos ROS como consecuencia, entre otros, de estrés oxidativo, provoca daños celulares (como peroxidación lipídica), disminuyendo la viabilidad espermática y afectando en última instancia a la calidad del semen (Dias et al., 2016).
 Los puntos de mayor estrés oxidativo del tracto genital masculino son el testículo y el epidídimo, por lo que los estudios se han centrado en la relación de estos tejidos con la cafeína. En varios estudios en ratas, donde se había inducido el daño oxidativo (cadmio, escopolamina, etc.), la cafeína demostró un efecto protector atenuando significativamente los niveles de ROS en ambos tejidos (5 y 25 mg/kg). Según apuntan, esto podría deberse a la actividad de la cafeína actuando como un antioxidante no enzimático, que reacciona con el ROS (actuando como agente reductor) como mecanismo de defensa contra el estrés oxidativo. Así, la cafeína podría ser una terapia eficaz para aliviar la carga de los radicales libres inducidos y por tanto daño oxidativo en los tejidos testiculares y epididimarios, suponiendo así un menor daño en el ADN de los espermatozoides (Akomolafe et al., 2019).
Figura 5. Efecto de la cafeína en los niveles de ROS en (a) tejido testicular y (b) epididimario de ratas inducidas con escopolamina. CAF: cafeína, SCOP: escopolamina, DON: donepezil (Akomolafe et al., 2019).
Respecto al humano, se ha visto como la cafeína redujo la peroxidación lipídica y la oxidación de proteínas (por actuación de los ROS) en las células de Sertoli (Akomolafe et al., 2019). Por otro lado, se ha asociado el consumo rutinario de café con la integridad del ADN espermático, pareciendo estar asociado a roturas de doble cadena del ADN y aneuploidías, ya mencionado anteriormente( Ricci et al., 2017). Así, existe una evidente controversia sobre la correlación entre el consumo de cafeína y la posible fragmentación del ADN espermático en humanos, entre otros motivos por la falta de uniformidad en la metodología seguida en los distintos estudios.

También se han estudiado otras sustancias con cafeína, como el té, no observando cambios en la peroxidación lipídica tras la adición de esta a espermatozoides humanos almacenados a temperatura ambiente tras descongelación. Sin embargo, esta cafeína fue testada de forma pura individualmente y en combinación con otros componentes mayoritarios del té. Así, en principio la cafeína presente en el té no ayuda a mantener la pérdida de viabilidad que suele ocurrir tras descongelación por estrés oxidativo, pero esto podría cambiar si se adiciona directamente té sobre los espermatozoides (Dias et al., 2016).

La importancia de la cafeína en las técnicas de reproducción asistida (TRA)


El éxito de las TRA actuales depende de numerosos factores, incluyendo a los relacionados con la propia manipulación y mantenimiento de los gametos y embriones (Dias et al., 2016).

En numerosos estudios se ha comprobado que la adición de cafeína en los medios de descongelación ha mejorado la motilidad tras la descongelación (porcentaje de espermatozoides móviles aumentado). Esto se ha demostrado en humanos y en animales domésticos como el perro, toros, verracos, carneros o sementales. En verracos, se ha demostrado la asociación entre esta adición post-descongelación y una mejora de las tasas de embarazo y parto (Pariz & Hallak, 2016; Slanina et al., 2018).

Así, gracias a su efecto estimulante, la cafeína se utiliza en procedimientos in vitro de hiperactivación, capacitación e inducción de reacción acrosómica (Rota et al., 2019), sin afectación en la integridad del espermatozoide (Slanina et al., 2018).

Por otro lado, varios estudios han estudiado la influencia del consumo de cafeína sobre los resultados de las TRA. Mientras un estudio de cohorte prospectivo concluye que el consumo de cafeína masculina no tiene efectos sobre fertilización, embarazo y nacidos vivos (Klonoff-Cohen et al., 2002), otros asocian la alta ingesta de cafeína con una menor probabilidad de embarazo clínico y de nacidos vivos por ciclo de TRA, especialmente cuando este consumo de cafeína es diario (≥ 272 mg/día) (Karmon et al., 2017).

Curiosamente, en este estudio se vio que aumentando las cantidades de cafeína en 100 mg/día adicionales, aumentaba significativamente el riesgo de gestaciones múltiples en 2.2 y 3.0 veces cuando era de forma progresiva y diaria (Klonoff-Cohen et al., 2002), y justo en la semana del inicio del tratamiento, respectivamente (Ricci et al., 2017).

Además hay autores que apuntan que los efectos de la cafeína sobre algunos pacientes podrían estar determinados por la diversidad genética, por ejemplo las variantes del gen CYP1A2 que afectan al metabolismo de la cafeína (Minguez-Alarcon et al., 2018). Por lo que aunque la cafeína no tenga un efecto negativo claro según algunos estudios, parece razonable que si se desea concebir se tome precauciones con respecto su toma.

Otro aspecto a tener en cuenta es el azúcar utilizado para endulzar las bebidas con cafeína. Hay hallazgos que demuestran que una mayor ingesta de bebidas azucaradass están asociados con una disminución de nacidos vivos en pacientes sometidos a TRA y una menor fecundabilidad (Mínguez-Alarcón et al., 2018).

 Conclusiones


- Los parámetros espermáticos se ven afectados por la cafeína, encontrando una mejora en la viabilidad y motilidad.
-La ingesta de cafeína se asocia con mayores niveles de testosterona.
- La cafeína, en dosis moderadas, atenúa los daños oxidativos en tejido testicular y epididimario. gracias a su posible papel como antioxidante no enzimático. Así, podría relacionarse con el mantenimiento de la viabilidad de los espermatozoides.
-La ingesta de cafeína afecta a la fertilidad masculina en general y a los resultados de TRA, y este efecto dependerá de las dosis ingeridas de esta.
-Agregar cafeína post-descongelación puede ser una herramienta importante para mejorar la motilidad seminal en TRA.
- En cualquier caso, son necesarios más estudios, especialmente en humanos, para la asociación de la cafeína con tasa de embarazo y niño nacido en TRA, y también para su aplicación clínica.


BIBLIOGRAFÍA 


Akomolafe, S. F., Olasehinde, T. A., Ogunsuyi, O. B., Oyeleye, S. I., & Oboh, G. (2019). Caffeine improves sperm quality, modulates steroidogenic enzyme activities, restore testosterone levels and prevent oxidative damage in testicular and epididymal tissues of scopolamine-induced rat model of amnesia. Journal of Pharmacy and Pharmacology, 71(10), 1565–1575.

Azam, S., Hadi, N., Khan, N.U., Hadi, S.M. (2003). Antioxidant and prooxidant properties of caffeine, theobromine and xanthine. Medical Science Monitor, 9(9), BR325–30.

Barkay, J., Bartoov, B., Ben-Ezra, S., Langsam, J., Feldman, E., Gordon, S., & Zuckerman, H. (1984). The influence of in vitro caffeine treatment on human sperm morphology and fertilizing capacity. Fertility and Sterility, 41, 913–918.

de Wagenaar, B., Geijs, D. J., de Boer, H., Bomer, J. G., Olthuis, W., van den Berg, A., & Segerink, L. I. (2016). Spermometer: electrical characterization of single boar sperm motility. Fertility and Sterility, 106(3), 773-780.e6.

Dias, T. R., Alves, M. G., Bernardino, R. L., Martins, A. D., Moreira, A. C., Silva, J., et al. (2015). Dose-dependent effects of caffeine in human Sertoli cells metabolism and oxidative profile: Relevance for male fertility. Toxicology, 328, 12–20.

Dias, T. R., Alves, M. G., Casal, S., Silva, B. M., & Oliveira, P. F. (2016). The single and synergistic effects of the major tea components caffeine, epigallocatechin-3-gallate and l-theanine on rat sperm viability. Food and Function, 7(3), 1301–1305.

Gosálvez Berenguer, J., Caballero Peregrín, P., López-Fernández, C., Fernández, J. L., & Núñez Calonge, R. (2008). Fragmentación del ADN espermático. Revista Internacional de Andrología, 6(3), 193–209.

Harrison, R.F., Sheppard, B.L., & Kaliszer, M. (1980). Observations on the Motility, infrastructure and Elemental Composition of Human Spermatozoa Incubated with Caffeine. Andrologia, 12, 34–42.

Jensen, T.K., Swan, S.H., Skakkebaek, N.E., Rasmussen, S., Jørgensen, N. (2010). Caffeine intake and semen quality in a population of 2,554 young Danish men. American Journal of Epidemiology, 171:883–891.

Karmon, A. E., Toth, T. L., Chiu, Y. H., Gaskins, A. J., Tanrikut, C., Wright, D. L., et al. (2017). Male caffeine and alcohol intake in relation to semen parameters and in vitro fertilization outcomes among fertility patients. Andrology, 5(2), 354–361.

Klonoff-Cohen, H., Bleha, J., & Lam-Kruglick, P. (2002). A prospective study of the effects of female and male caffeine consumption on the reproductive endpoints of IVF and gamete intra-Fallopian transfer. Human Reproduction, 17(7), 1746–1754.

Marshburn, P.B., Sloan, C.S., & Hammond, M.G. (1989). Semen quality and association with coffee drinking, cigarette smoking, and ethanol consumption. Fertility and Sterility, 52, 162–165.

Minguez-Alarcon, L., Chavarro, J.E. &  Gaskins A.J. (2018). Caffeine, alcohol, smoking, and reproductive outcomes among couples undergoing assisted reproductive technology treatments. Fertility and Sterility, 110 (4), 587–592.

Pariz, J.R. & Hallak, J. (2016). Effects of caffeine supplementation in post-thaw human semen over different incubation periods. Andrologia, 48, 1049–1054.

Ramlau-Hansen, C. H., Thulstrup, A. M., Bonde, J. P., Olsen, J., & Bech, B. H. (2008). Semen quality according to prenatal coffee and present caffeine exposure: Two decades of follow-up of a pregnancy cohort. Human Reproduction, 23(12), 2799–2805.

Ricci, E., Viganò, P., Cipriani, S., Somigliana, E., Chiaffarino, F., Bulfoni, A., & Parazzini, F. (2017). Coffee and caffeine intake and male infertility: A systematic review. Nutrition Journal, 16(1), 1–14.

Rota, A., Sabatini, C., Przybył, A., Ciaramelli, A., Panzani, D., & Camillo, F. (2019). Post-thaw Addition of Caffeine and/or Pentoxifylline Affect Differently Motility of Horse and Donkey-Cryopreserved Spermatozoa. Journal of Equine Veterinary Science, 75, 41–47.

Sarkaria, J.N., Busby, E.C., Tibbetts, R.S., Roos, P., Taya, Y., Karnitz, L.M., et al. (1999). Inhibition of ATM and ATR kinase activities by the radiosensitizing agent, caffeine. Cancer Research, 59(17),4375–4382.

Schmid, T. E., Eskenazi, B., Baumgartner, A., Marchetti, F., Young, S., Weldon, R., et al. (2007). The effects of male age on sperm DNA damage in healthy non-smokers. Human Reproduction, 22(1), 180–187.

Shamsi, F.A., Hadi, S.M. (1995). Photoinduction of strand scission in DNA by uric acid and Cu (II). Free Radical Biology and Medicine, 19(2),189–196.

Slanina, T., Miškeje, M., Tirpák, F., Błaszczyk, M., Formicki, G., & Massányi, P. (2018). Caffeine strongly improves motility parameters of Turkey spermatozoa with no effect on cell viability. Acta Veterinaria Hungarica, 66(1), 137–150.

Vine, M. (1997). Human sperm morphometry and smoking, caffeine, and alcohol consumption. Reproductive Toxicology, 11, 179–184.

Wesselink, A. K., Wise, L. A., Rothman, K. J., Hahn, K. A., Mikkelsen, E. M., Mahalingaiah, S., & Hatch, E. E. (2016). Caffeine and caffeinated beverage consumption and fecundability in a preconception cohort. Reproductive Toxicology, 62, 39–45.

Zakir, Z., Hassan, M. (2013). Caffeine (1,3,7-trimethylxanthine): the good and the bad; a review. Journal of Public Health and Biological Sciences, 2(4):313-323.

Realizado por: Clara Agudo, Sara Chulián, Andrés Prieto y Noelia López